1. 培养基的配制注意事项
植物组织培养最常用到MS培养基，包含十几种化合物。因为有些化合物相遇会发生化学反应产生沉淀，影响培养基的营养成分，准备MS培养基需要配制多种高倍母液。且配制母液时，尤其涉及大量元素的母液时，一定要等一种成分溶解之后，再缓慢的添加另一种成分，切记“一锅煮”，即不能将各种化合物一齐添加进去。可选用Coolaber的MS培养基基盐（PM1011）在自行加入蔗糖和琼脂配制MS培养基，既经济，更高效。
2. 灭菌后培养基不凝胶或者凝胶偏软
植物凝胶、琼脂都对酸性条件敏感，pH值低于5很难成胶或凝胶偏软，切记高压灭菌前调节培养基pH值（5.5-6.0）。植物凝胶对二价阳离子浓度有要求，也就是相对于MS培养基，1/2MS培养基中植物凝胶要适当增加用量。另外灭菌后，倒出培养基前一定将培养基摇匀（带防烫手套），因为是琼脂密度大底层含量高，容易造成培养基强度不均匀。
3. 水解酪蛋白有酸水解和酶水解之分，在使用过程中有无区别？
水解酪蛋白对胚状体、不定芽的分化有良好的促进作用，通常用量在500mg/L，不管是酸解还是酶解，作用都是一样的，酶解更有利于发挥其作用。
4. 怎么溶解组培常用植物激素？
IAA、IBA、GA、玉米素、多效唑等应先溶解于少量95%的乙醇中，再加水定容配制成母液；如有结晶析出，可考虑用1/10体积的乙醇溶解后再定容；2，4-D易溶于碱性水溶液，可用少量1mol/L的NaOH溶液溶解后再慢慢加水定容；KT和6-BA先用少量的HCL溶解，再加水定容到一定的浓度。
5. 细胞分裂素使用浓度？
一般情况下在培养基中加入0.1~10.0mg/L的细胞分裂素（6-BA/KT/ZT)，多数用1.0~2.0mg/L，KT浓度为0.5~2mg/L，这个也要根据实验材料来调整。细胞分裂素可以单独使用也可以与细胞生长素配合使用。
6. 哪些植物激素能高压灭菌，哪些不能高压灭菌。
IBA、NAA、6-BA、2,4-D可高温高压灭菌。 IAA、GA3、茉莉酸等不可高温高压灭菌，否则会分解失效，该类植物激素配制母液后需用0.22微孔滤膜过滤除菌，待培养基冷却（50-60℃）后尚未凝胶前加入混匀。
7. 培养基的pH值会凝胶硬度有无影响。
有影响。若将培养基pH值调的过高（大于6），则培养基偏硬，增加接种的阻力，会对外植体造成损伤。若将培养基pH值调的过低（小于4.5），则培养基不能凝固，起不到固定外植体的作用。一般将培养基的pH调节至5.5~6.0为宜。
8. 灭菌过程会否影响培养基的pH值？
培养基中的蔗糖和激素在高温灭菌过程中容易酸化，培养基pH值灭菌后会有所下降，灭菌前培养基的pH值偏低可能导致培养基不凝或偏软。要求偏酸性的培养基可适当增加琼脂或植物凝胶的用量。
9. 应用75%的酒精进行种子消毒的过程中需要注意的问题
种子在消毒过程中使用75%的酒精使用应慎重，酒精渗透力极强，消毒时间过长会直接影响种子发芽率，所以建议消毒时间不应超过1min。
10. 原始繁殖材料的消毒
组培中，作为原始繁殖材料的外植体消毒，直接影响整个培养过程的进行。从室外采回来的外植体需进行消毒，首先用自来水冲洗外植体，冲洗时间可根据采集部位不同而定，一般在5~15分钟即可；关键在于在超净台中进行药剂的处理，常用的药剂处理有70%的乙醇溶液、9%的次氯酸钠溶液、和0.1~0.2%的升汞溶液，具体可根据实验材料而定。应注意的是经升汞灭菌的外植体必须用无菌水冲洗6-8次。
11. 怎么处理植物组织培养过程中出现的各种污染？
植物组织培养过程中的污染来源主要分为3种，真菌、细菌和组织培养过程中的污染源。在操作过程中，难免有菌落入培养基或植物材料上，而导致污染。另外，不正确操作也会增加污染机率。预防措施：通风，保持室内空气干燥，紫外*菌等。污染物品和污染培养基不要在培养室近距离开瓶洗刷。
污染原因判断：
（1）培养基污染 若污染菌类是零星分散在培养基中，则可确定是人为引起的污染。比如培养基灭菌不彻底，开瓶时间过长，灭菌后存放时间过长等； 高温蒸汽灭菌器的温度、压力、时间没有正确设置；过滤灭菌过程中滤膜孔径选择、过滤灭菌器的灭菌处理、过滤灭菌操作等均会影响培养基的灭菌效果。
措施：严格按照实验要求，灭菌规程操作。
（2）外植体污染 若污染菌类是从材料周围长起，且发生在5天以后，则说明是材料带的内生菌。可能是接种用具灭菌不彻底，接种时材料被污染；若从培养基以下开始长菌，发生时间较早，且有从里向外的趋势，则说明是切口引起的污染，原因可能是未剪去两个切口或者虽剪去切口但是所用器具带菌；或者是未及时发现污染苗，接种过程中引起交叉污染；
措施：取材时应仔细选择，以减少污染的发生。
（3）操作环节污染 接种室是否清洁、干燥、密封，是否经常用紫外灯照射、甲醛熏蒸、70%的酒精喷雾*菌等；超净工作台摆放物品杂乱，长时间不换滤网，导致净化能力降低；接种用具灭菌不彻底引起污染；操作不正确等。
措施：每次接种前半个小时，用20%的新洁尔擦洗室内设备、工作台面，再用紫外灯照射20min。还可以喷洒70%的乙醇进行消毒。除了培养基、接种材料、器具和用具保证无菌外，同时在接种时还需要严格进行无菌操作。
出现污染后处理措施：
（1）真菌污染后，如果已形成孢子，则必须经高压灭菌后扔掉；若使细菌污染，只要及时发现，将材料上部未感染菌的部分剪下转接，材料仍可以用。
（2）用抗生素等*菌药剂的处理。但至今还未发现哪种抗生素能够对各种菌都有效，并且常常也会影响植物材料的正常生长分化。另一些药剂，虽有的*菌效果好，但往往容易引起盐害，也无法利用。
12. 外植体的选择
为了使接种后的诱导得以成功，选择的外植体应该是幼嫩的，处于生长旺盛时期的，而且选择的外植体的体积不能过小，如若过小则会影响愈伤组织的形成，从而影响进一步的分化。因此，一般接种的外植体体积在0.5~1.0cm2的范围内即可。最适的为茎尖、带芽茎段，也可以利用叶子、子叶、根段、花器官组织等。
13. 植物茎段组织培养需要注意哪些问题
以茎段进行组织培养比较容易，一般取植物的嫩茎切段作为外植体，切成0.5~1cm长的小段进行接种，保证每个茎段有一个芽点和一片叶子，将芽点部位以下垂直插入培养基凝胶中进行生根培养。
14.外植体接种需要注意的操作事项
接种前首先进行灭菌消毒，接种所用的镊子、解剖刀、剪刀等工具需要提前高温高压灭菌，提前10分钟打开超净工作台，灭紫外15~20min，操作人员要用75%的酒精棉球擦手、工作台和器皿，解剖刀和镊子等随时擦酒精灼烧，晾凉后备用。在无菌培养皿中或滤纸上切割外植体，接种到培养基表面，注意瓶口倾斜接近酒精灯火焰。
15. 组织培养中材料褐化现象
不同品种以及生理状态引起的褐化状态不同。培养基过高浓度的无机盐及高水平细胞分裂素会使褐化现象加重。培养条件不当，例如光照过强、温度过高、培养时间过长等，均可使多酚氧化酶的活性提高，从而加重外植体的褐变程度。
防治措施：选择合适的外植体。选择生长处于旺盛的外植体，可以使褐变现象明显减轻。合适的培养条件，无机盐成分、植物生长物质水平、适宜温度、及时继代培养均可以减轻材料的褐变现象。使用抗氧化剂，在培养基中，使用半胱氨酸、抗坏血酸、PVP等抗氧化剂能够较为有效地避免或减轻很多外植体的褐变现象。另外使用0.1%~0.5%的活性炭对防止褐变也有较为明显的效果。连续转移，对容易褐变的材料可间隔12~24小时的培养后，再转移到新的培养基上，这样经过连续处理7~10天后，褐变现象便会得到控制或大为减轻。
16. 材料玻璃化问题
植物材料不断地进行离体繁殖时，有些培养物的嫩茎、叶片往往会呈半透明状，呈水迹状，这种现象通常称为玻璃化。玻璃化为试管苗的生理失调症，试管苗生长缓慢、玻璃化的嫩茎不宜诱导生根，繁殖系数有所下降。当培养基上细胞分裂素水平较高时，容易出现玻璃化现象。愈伤组织的玻璃化问题主要表现在培养过程中愈伤组织松散，脆易碎。叶子或是长出的愈伤一段时间后在其周围出现水渍化，继而影响整个培养基。
防治措施: 在培养基中添加少量聚乙烯醇、脱落酸等物质，降低培养基中细胞分裂素含量及含氮化合物的用量，选用低NH4 水平的B5培养基，都能够在一定程度上减轻玻璃化的现象发生。增加光照，对减轻试管苗玻璃化的现象有明显的作用；在培养基中添加活性炭、马铃薯汁、间苯三酚等可有效的减轻和防止玻璃化。
17. 材料水浸状、变色、坏死、茎断面附近干枯
可能原因：表面*菌剂过量，消毒时间过长，外植体选用不当（部位或时期）。
改进措施：调换其他*菌剂或降低浓度，缩短消毒时间，试用其他部位，生长初期取材。
18. 材料长期培养几乎无反应
可能原因：培养基不适合，生长素的选择和用量不当，植物激素对生长发育和生理过程的调节作用，往往不是某一种植物激素的单独效果。环境温度不适宜。
改进措施：更换培养基或调整培养基成分，尤其是调整盐离子浓度；调整激素的种类与配比，增加生长素用量，例如使用人工合成的生长素类似物2，4-D等可有效促进细胞分裂和伸长，新器官的分化和形成；调整培养温度等环境条件。
19. 愈伤组织生长过旺疏松
可能原因： 由于培养基中激素添加过量，培养室温度偏高，矿物质等无机盐含量不当等因素引起的。
改进措施：根据不同的品种、不同组织、不同器官，应适当减少激素用量，适当降低培养温度，调整无机盐（尤其是铵盐）含量，适当提高琼脂用量增加培养基硬度，避免愈伤组织生长过旺和疏松现象发生。
20. 愈伤组织生长缓慢太紧密
可能原因：细胞分裂素和生长素的用量过多，糖浓度过高。
改进措施：减少细胞分裂素用量，调整细胞分裂素与生长素比例，降低糖浓度。
21. 愈伤组织分化率低，畸形，分化出的芽多为叶状芽或丛芽，芽生长困难，不易成苗。培养时间长时，再次愈伤组织化
可能原因：生长素用量偏高，温度偏高。
改进措施：减少生长素用量，可以通过分化培养时在培养基中添加GA3（浓度在0.5~2mg/L之间）解决，并适当降低愈伤组织的培养温度。
22 丛生苗过于细弱，不适于生根或移栽
可能原因：细胞分裂素浓度过高或赤霉素使用不当，产生过多的不定芽；温度过高，光照短，光强不足；不及时的转移和分切，生长空间小。
改进措施：减少细胞分裂素用量，免用赤霉素；延长光照时间，增强光照；及时转接；降低接种密度；更换透气的封口膜等。
23. 组织培养过程中出现黄化
引起黄化的主要原因是培养基中Fe的含量不足，各种矿质营养不均衡；培养环境通气不良，瓶内有害气体积累（乙烯、氨气、甲醛）等会引起植物材料黄化脱落；激素配比不当；糖用量不足或长时间不转移；pH值变化过大；培养温度不适；光照不足等。
改进措施：改善组培条件，在配制培养基过程中检查仪器设备是否准确；降低组培苗的接种密度，及时转接培养物；使用透气的封口膜改善瓶内通气状况；适当调节pH值、激素配比和无机盐浓度；控制培养室内温度，适当增加光照。
24. 植物组培培养基都有哪些？
MS培养基：1962年穆拉辛格和斯库格为烟草细胞培养而设计，其中硝酸盐的浓度高，适合植物原生质体、细胞和组织培养。
B5培养基：1968年甘伯尔格为大豆细胞培养而设计，铵的浓度低。适合木本植物的组织和细胞培养。
富盐平衡培养基：是目前使用最广泛的一类，特点是：无机盐浓度高，微量元素种类齐全，浓度高；元素间比例适当，离子平衡性好，具有较强的缓冲能力、稳定性好、营养丰富，一般培养时无需再加入有机成分。
高硝态氮培养基：代表性培养基有B5、N6、SH。特点是：硝酸钾浓度高，氨态氮浓度低，含有较高浓度的硫胺素（VB1）。
中盐培养基：大多是在MS培养基基础上进行改良设计。特点是：大量元素无机盐为MS的一半，微量元素种类减少、含量增高。维生素种类比MS增多，例如增加了生物素、叶酸等。
低盐培养基：特点是：无机盐、有机成分含量浓度低，多用作生根培养的培养基。
25. 木本植物（油料植物）组织培养中遇到再生苗无法生根时怎么办？
一般常用的1/2MS或者1/2WPM基本能够满足。如果增殖用的基本都生产正常，到生根的时候出现落叶，只能通过排除法一样样分析。首先看下是不是培养温度太高，使用瓶盖后透气性差，导致乙烯积累。其次，可以适当添加少量分裂素，或者更换生长素，以及多种生长素混合使用。
26. 培养基中添加糖类作为碳源物质，有何重要作用？
同样作为碳源为植物细胞提供能量来源，蔗糖较葡萄糖能更好地调节培养基内的渗透压。微生物生长所需的碳源最常用的是葡萄糖，采用蔗糖作为培养基的碳源，可一定程度上减少微生物的污染。生长素和蔗糖浓度决定愈伤组织中维管束的类型与数量。
27. 用于植物原生质体制备的材料，以及常用的渗透压调节剂
用于植物原生质体的材料需要选取生长旺盛的细胞，幼嫩的组织。无菌试管苗的叶片、胚轴及子叶、花药，以及愈伤组织（悬浮细胞）等。常用的调节原生质体渗透压的稳定剂主要有甘露醇、山梨醇、葡萄糖、蔗糖等。渗透压浓度一般为0.3~0.8 mol/L。
28. 组培苗移栽需要注意的问题
在移栽前打开三角瓶的封口膜，炼苗3~5d后取出小苗，用流水洗净根部的培养基，然后移栽到盛有灭过菌的蛭石的营养钵中过度一下，但要注意不可直接向营养钵中浇营养液（容易长菌），用透明的塑料薄膜罩住小苗3~5d后移栽到土里。
29. 光照强度多少lux是如何计算的
光照强度=光通量/单位面积。Lux的换算比较抽象，一般以烛光为计算单位，现在所用的以电源发光的光源，记作国际烛光，即25瓦特的电灯其光强度等于25国际烛光。1标准烛光=10.76 Lux。
30. LED光源在植物组织培养中的选择
光是植物生长中最重要的环境因子之一，并不是所有的光都有助于植物的光合作用。LED光源460nm左右的蓝光和660nm左右的红光是植物最需要的光波，对植物的生长发育起着关键性的作用。
